Actividades de mantenimiento y levante de la microalga Nannochloropsis sp y ensayos de salinidad, tipo y concentración del medio de cultivo en el laboratorio de acuicultura
Nannochloropsis es una microalga que se caracteriza por tener un alto contenido de lípidos, producir carotenoides, ácidos grasos saturados, monoinsaturados y poliinsaturados, lo cual la hace atractiva para la acuicultura, por ende, se estableció un protocolo para el cultivo y levante de Nannochlorop...
- Autores:
- Tipo de recurso:
- Trabajo de grado de pregrado
- Fecha de publicación:
- 2022
- Institución:
- Universidad de Bogotá Jorge Tadeo Lozano
- Repositorio:
- Expeditio: repositorio UTadeo
- Idioma:
- spa
- OAI Identifier:
- oai:expeditiorepositorio.utadeo.edu.co:20.500.12010/31198
- Acceso en línea:
- http://hdl.handle.net/20.500.12010/31198
http://expeditio.utadeo.edu.co
- Palabra clave:
- Nannochloropsis
Laboratorios
Densidad celular
Microalgas
Cultivos
- Rights
- License
- Abierto (Texto Completo)
| id |
UTADEO2_b6d991e3cc8d8baa43044fc6dc6c12d6 |
|---|---|
| oai_identifier_str |
oai:expeditiorepositorio.utadeo.edu.co:20.500.12010/31198 |
| network_acronym_str |
UTADEO2 |
| network_name_str |
Expeditio: repositorio UTadeo |
| repository_id_str |
|
| dc.title.spa.fl_str_mv |
Actividades de mantenimiento y levante de la microalga Nannochloropsis sp y ensayos de salinidad, tipo y concentración del medio de cultivo en el laboratorio de acuicultura |
| title |
Actividades de mantenimiento y levante de la microalga Nannochloropsis sp y ensayos de salinidad, tipo y concentración del medio de cultivo en el laboratorio de acuicultura |
| spellingShingle |
Actividades de mantenimiento y levante de la microalga Nannochloropsis sp y ensayos de salinidad, tipo y concentración del medio de cultivo en el laboratorio de acuicultura Nannochloropsis Laboratorios Densidad celular Microalgas Cultivos |
| title_short |
Actividades de mantenimiento y levante de la microalga Nannochloropsis sp y ensayos de salinidad, tipo y concentración del medio de cultivo en el laboratorio de acuicultura |
| title_full |
Actividades de mantenimiento y levante de la microalga Nannochloropsis sp y ensayos de salinidad, tipo y concentración del medio de cultivo en el laboratorio de acuicultura |
| title_fullStr |
Actividades de mantenimiento y levante de la microalga Nannochloropsis sp y ensayos de salinidad, tipo y concentración del medio de cultivo en el laboratorio de acuicultura |
| title_full_unstemmed |
Actividades de mantenimiento y levante de la microalga Nannochloropsis sp y ensayos de salinidad, tipo y concentración del medio de cultivo en el laboratorio de acuicultura |
| title_sort |
Actividades de mantenimiento y levante de la microalga Nannochloropsis sp y ensayos de salinidad, tipo y concentración del medio de cultivo en el laboratorio de acuicultura |
| dc.contributor.advisor.none.fl_str_mv |
Ospina Salazar, Gloria Helena Lara Quintero, Olga Lucia Borrero Pardo, Carlos Eduardo |
| dc.subject.spa.fl_str_mv |
Nannochloropsis Laboratorios Densidad celular |
| topic |
Nannochloropsis Laboratorios Densidad celular Microalgas Cultivos |
| dc.subject.lemb.spa.fl_str_mv |
Microalgas Cultivos |
| description |
Nannochloropsis es una microalga que se caracteriza por tener un alto contenido de lípidos, producir carotenoides, ácidos grasos saturados, monoinsaturados y poliinsaturados, lo cual la hace atractiva para la acuicultura, por ende, se estableció un protocolo para el cultivo y levante de Nannochloropsis sp. y se modificaron las variables fisicoquímicas, medios de cultivo y concentraciones, con el fin de analizar su productividad de biomasa en condiciones de laboratorio. El experimento se realizó por triplicado evaluando el efecto de tres salinidades (10, 20 y 30 g L-1), dos medios de cultivo (analítico y comercial), y dos concentraciones de nutrientes (alta y baja), sobre el incremento en la densidad celular de Nannochloropsis sp. Se observo que la microalga creció con todos los tratamientos evaluados. Independientemente de la concentración de nutrientes, sin embargo, la cultivada con los medios analíticos tuvo un mayor crecimiento y la fase exponencial se mantuvo por más tiempo, en comparación de las sembradas con medios comerciales. |
| publishDate |
2022 |
| dc.date.created.none.fl_str_mv |
2022 |
| dc.date.accessioned.none.fl_str_mv |
2023-05-18T20:35:58Z |
| dc.date.available.none.fl_str_mv |
2023-05-18T20:35:58Z |
| dc.type.local.spa.fl_str_mv |
Trabajo de grado de pregrado |
| dc.type.coar.spa.fl_str_mv |
http://purl.org/coar/resource_type/c_7a1f |
| format |
http://purl.org/coar/resource_type/c_7a1f |
| dc.identifier.uri.none.fl_str_mv |
http://hdl.handle.net/20.500.12010/31198 |
| dc.identifier.repourl.spa.fl_str_mv |
http://expeditio.utadeo.edu.co |
| url |
http://hdl.handle.net/20.500.12010/31198 http://expeditio.utadeo.edu.co |
| dc.language.iso.spa.fl_str_mv |
spa |
| language |
spa |
| dc.relation.references.spa.fl_str_mv |
Acién, F.G., J.M. Fernandez y E. Molina. 2015. Producción de microalgas a gran escala y evaluación de los costos de producción. 36–52. En: Molina–Grima, E. E. Ortiz., J. Perales (Ed.). Manual de buenas prácticas: Instalación de cultivo de microalgas. Proyecto CO2: Algaefix. Algaefix. 120 p. Algaebase. 2020. Nannochloropsis D.J.Hibberd, 1981. Ver https://www.algaebase.org/search/genus/detail/?tc=accept&genus_id=44568&- session=abv4:AC1F06401b0e40308CXhEE4920D0 17/10/2020. Allen, E.J. and E.W. Nelson. 1910. On the Artificial Culture of Marine Plankton Organisms. J. Mar. Biol. Assoc. United Kingdom., 8 (5): 421–474. doi: 10.1017/S0025315400073690 Anderson, M.J., R.N. Gorley and K.R. Clarke. 2008. PERMANOVA+ for PRIMER: Guide to Software and Statistical Methods. PRIMER-E Ltd, Washington. 218 p. Araujo, G.S., L.J.B.L. Matos, L.R.B. Gonçalves, F.A.N. Fernandes and W.R.L. Farias. 2011. Bioprospecting for oil producing microalgal strains: Evaluation of oil and biomass production for ten microalgal strains. Bioresour. Technol., 102 (8): 5248–5250. doi: 10.1016/j.biortech.2011.01.089 Arredondo–Vega, B.O., y D. Voltolina. 2007. Determinación de peso seco y contenido orgánico e inorgánico. 23–26. En: Arredondo-Vega, B.O., D. Voltolina, T. Zenteno-Savín, M.A. Montoya, y G.A. Gómez-Anduro (Ed.). Métodos y herramientas analíticas en la evaluación la biomasa microalgal. CIB, Mexico D.F. 150 p. Arumugam, K., M.F. Ahmad, N.S. Yaacob, W.M. Ikram, M.N Maniyam, H. Abdullah, T. Katayama K. Komatsu, V.S. Kuwahara. 2020. Enhancement of targeted microalgae species growth using aquaculture sludge extracts. Heliyon, 6 (7): 1–8. Ashour, M. and A. El–Wahab. 2017. Enhance Growth and Biochemical Composition of Nannochloropsis oceanica, Cultured under Nutrient Limitation, Using Commercial Agricultural Fertilizers. J. Mar. Sci. Res. Dev., 7 (4): 1–5. doi: 10.4172/2155-9910.1000233 v Barajas–Solano, A.F., C.A. Godoy–Ruiz, J.D. Monroy–Davila, C. Barajas–Ferreira y V. Kafarov. 2012. Mejoramiento del secuestro de CO2 por Chlorella vulgaris UTEX 1803 en fotobiorreactores a escala laboratorio. Rev. ION, 25 (2): 39–47. Bartley, M.L., W.J. Boeing, A.A. Corcoran, F.O. Holguin and T. Schaub. 2013. Effects of salinity on growth and lipid accumulation of biofuel microalga Nannochloropsis salina and invading organisms. Biomass and Bioenergy, 54: 83–88. doi: 10.1016/j.biombioe.2013.03.026 Bastidas, O. 2013. Conteo Celular con Hematocitómetro. Uso Elemental del Hematocitómetro. Nota técnica, Celeromics. 6 p. https://www.studocu.com/es/document/universidad-politecnica-decartagena/analisis-de-riesgos-y-microbiologia-predictiva-risk-analysis-and-predictivemicrobiology/conteo-camara-neubauer/23268073 (08/06/2022). Benavente-Valdés, J.R., J.C. Montañez, C.N. Aguilar, A. Méndez-Zavala y B. Valdivia. 2012. Tecnología de cultivo de microalgas en fotobiorreactores. Acta Química Mexicana, 4 (7): 1–12. Bermúdez, J.L., C. Lodeiros y E. Morales. 2002. Producción de biomasa de la microalga marina Chroomonas sp., en función del pH, intensidad luminosa y salinidad. Bol. Investig. Mar. y Costeras., 31: 167–185. doi: 10.25268/bimc.invemar.2002.31.0.290 Bernaerts, T.M.M., H. Verstreken, C. Dejonghe, L. Gheysen, I. Foubert, T. Grauwet and A.M. Van Loey. 2020. Cell disruption of Nannochloropsis sp. improves in vitro bioaccessibility of carotenoids and ω3–LC–PUFA. J. Funct. Foods., 65: 1–10.doi: 10.1016/j.jff.2019.103770 Bondioli, P., L. Della Bella, G. Rivolta, G. Chini Zittelli, N. Bassi, L. Rodolfi, D. Casini, M. Prussi, D. Chiaramonti and M.R. Tredici. 2012. Oil production by the marine microalgae Nannochloropsis sp. F&M-M24 and Tetraselmis suecica F&M-M33. Bioresour. Technol., 114: 567–572. doi: 10.1016/j.biortech.2012.02.123 Bongiovani, N., M. Virginia Sanchez–Puerta, C. Popovich y P. Leonardi. 2014. Identificación molecular y filogenética de una cepa oleaginosa de Nannochloropsis oceanica (Eustigmatophyceae) aislada de la costa atlántica suroeste (Argentina). Rev. Biol. Mar. Oceanogr., 49 (3): 615–623. doi: 10.4067/S0718-19572014000300019 Borowitzka, M.A. 2018. Biology of microalgae. 23–72. En: Levine, I. A. and J. Fleurence (Ed.) Microalgae Heal. Dis. Prev., Elsevier Inc, Estados Unidos. 354 p. Brown, M.R., M. Mular, I. Miller, C. Farmer and C. Trenerry. 1999. The vitamin content of microalgae used in aquaculture. J. Appl. Phycol., 11 (3): 247–255. doi: 10.1023/A:1008075903578 Brown, M.R., S.W. Jeffrey, J.K. Volkman and G.A. Dunstan. 1997. Nutritional properties of microalgae for mariculture. Aquac., 151 (1–4): 315–331. doi: 10.1016/S0044-8486(96)01501- 3 Buckingham, L. 2014. Expressions of Concentrations. 85–101. En: Buckingham, L. (Ed.). Fundamental laboratory mathematics: required calculations for the medical laboratory professional. F. A. Davis Company, Filadelfia. 350 p. Calder, P.C. 2018. Very long-chain n–3 fatty acids and human health: Fact, fiction and the future. Proc. Nutr. Soc., 77 (1): 52–72. doi: 10.1017/S0029665117003950 Chapman, G.A., D.L. Denton and J.M. Lazorchak. 1995. Effluent and receiving water collection, preservation and storage. 421 - 450. En Chapman, G.A., D.L. Denton and J.M. Lazorchak (Eds.). Short-term methods for estimating the chronic toxicity of effluents and receiving waters to west coast marine and estuarine organisms. Usepa Editions. Cincinnati. 673 p. Cheng, P., C. Zhou, R. Chu, T. Chang, J. Xu, R. Ruan, P. Chen and X. Yan. 2020. Effect of microalgae diet and culture system on the rearing of bivalve mollusks: Nutritional properties and potential cost improvements. Algal Res., 51: 102076. doi: 10.1080/09670260010001735711 Cheng-Wu, Z., O. Zmora, R. Kopel, and A. Richmond. 2001. An industrial-size flat plate glass reactor for mass production of Nannochloropsis sp.(Eustigmatophyceae). Aquaculture, 195 (1): 35- 49 Chisti, Y. 2007. Biodiesel from microalgae. Biotechnol. Adv., 25 (3): 94–306. doi: 10.1016/j.biotechadv.2007.02.001 Chua, E.T. and P.M. Schenk. 2017. A biorefinery for Nannochloropsis: Induction, harvesting, and extraction of EPA–rich oil and high–value protein. Bioresour. Technol., 244 (2): 1416–1424. doi: 10.1016/j.biortech.2017.05.124 Cisneros, R. 2011. Rendimiento poblacional del rotífero nativo Brachionus sp." Cayman", utilizando diferentes enriquecedores. Ecol. apl., 10 (2): 99–105. Coutteau, P. 1996. Micro–algae. 7-–8. En: Lavens, P. and P. Sorgeloos (Ed.). Manual on the production and use of live food for aquaculture. Food and Agriculture Organization (FAO), Roma. 306 p. Darvehei, P., P.A. Bahri and N.R. Moheimani. 2018. Model development for the growth of microalgae: A review. Renew. Sustain. Energy Rev., 97: 233–258. doi: 10.1016/j.rser.2018.08.027 Dominguez–Gómez, M, J. Ruiz–Gonzales, C. Garrido–Perez y J.A. Vargas–Machuca. 2020. Ficorremediación de Aguas Residuales Urbanas de Pequeños Municipios con Microalgas. Rev. Científica Ecociencia, 7 (3): 1–27. Ebrahimzadeh, M.A., M. Khalili and A.A. Dehpour. 2018. Antioxidant activity of ethyl acetate and methanolic extracts of two marine algae, Nannochloropsis oculata and Gracilaria gracilis Coutteau, P. 1996 An in vitro assay. Brazilian J. Pharm. Sci., 54 (1): 1-6. doi: 10.1590/s2175- 97902018000117280. Fidalgo, J.P., A. Cid, E. Torres, A. Sukenik and C. Herrero. 1998. Effects of nitrogen source and growth phase on proximate biochemical composition, lipid classes and fatty acid profile of the marine microalga Isochrysis galbana. Aquac., 166 (1–2): 105–116. doi: 10.1016/S0044- 8486(98)00278-6 García–Romeral, J., M. Pavía–Gómez, T. García, J. Chirivella–Martorell y Á. Serrano–Aroca. 2017. Principios de Biotecnología y Bioingeniería en el cultivo de microalgas: importancia, problemas tecnológicos, tipos y sistemas de cultivos, crecimiento, factores limitantes, selección, aislamiento, escalado y caracterización bioquímica. Rev. Iberoam. Interdiscip. Métodos, Model. y Simulación, 9: 115–130. Gómez–Luna, L.M. 2007. Microalgas: Aspectos ecológicos y biotecnológicos. Rev. Cuba. Química 19 (2): 3–20. Gouveia, L., A.P. Batista, I. Sousa, A. Raymundo and N.M. Bandarra. 2008. Microalgae in Novel Food Products. 1–37. En: Papadopoulos, K. (Ed.) Food Chemistry Research Developments.Nova Science Publishers, Inc., New York. 297 p. Guevara, M., R. Pinto, J. Villarroel, E. Hernández, R. Díaz, B. Gotera y R. Cortez. 2016. Influencia de la salinidad y la irradiancia sobre el crecimiento y composición bioquímica de una nueva cepa de Dunaliella salina, proveniente de las Salinas de Araya, Venezuela. Rev. la Fac. Agron. Univ. del Zulia., 28 (3): 494–501. Guillard, R.R.L. 1975. Culture of Phytoplankton for Feeding Marine Invertebrates. 29–60. En: Smith, W. L. and M. H. Chanley (Ed.). Culture of Marine Invertebrate Animals. Springer, Boston. 338 p. doi: 10.1007/978-1-4615-8714-9_3 Hammouda, O., A. Gaber y N. Abdel–Raouf. 1995. Microalgae and wastewater treatment. Ecotoxicol. Environ. Saf., 31 (3): 205–210. doi: 10.1006/eesa.1995.1064 Han, D., J. Jia, J. Li, M. Sommerfeld, J. Xu and Q. Hu. 2017. Metabolic remodeling of membrane glycerolipids in the microalga Nannochloropsis oceanica under nitrogen deprivation. Front. Mar. Sci., 4 (242): 1–15. doi: 10.3389/fmars.2017.00242 Helm, M. y N. Bourne. 2006. Funcionamiento del criadero: cultivo de algas. 31–58. En: Lovatelli, A. (Ed.). Cultivo de bivalvos en criadero. Un manual practico. FAO. Roma. 180 p. Hena, S., L. Gutierrez and J.P. Croué. 2021. Removal of pharmaceutical and personal care products (PPCPs) from wastewater using microalgae: A review. J. Hazard. Mater., 403: 124041. doi: 10.1016/j.jhazmat.2020.124041 Hernández–Pérez, A. y J.I. Labbé. 2014. Microalgas, cultivo y beneficios. Rev. Biol. Mar. Oceanogr., 49 (2): 157–173. doi: 10.4067/S0718-19572014000200001 Hoshida, H., T. Ohira, A. Minematsu, R. Akada and Y. Nishizawa. 2005. Accumulation of eicosapentaenoic acid in Nannochloropsis sp. in response to elevated CO2 concentrations. J. Appl. Phycol., 17 (1): 29–34. doi: 10.1007/s10811-005-5512-9 INVEMAR. 2018. Evaluación de organismos marinos con potencial bioactivo. Informe final, Bol. Investig. Mar. y Costeras., Santa Marta. 108 p. Keller, M.D., R.C. Selvin, W. Claus and R.R.L. Guillard. 1987. Media for the culture of oceanic ultraphytoplankton. J. Phycol., 23 (4): 633–638. doi: 10.1111/j.1529-8817.1987.tb04217.x Kent, M., H.M. Welladsen, A. Mangott and Y. Li. 2015. Nutritional Evaluation of Australian Microalgae as Potential Human Health Supplements. PLoS One., 10 (2): 1–14. doi: 10.1371/journal.pone.0118985 Khatoon, H., N. Abdu, S. Banerjee, N. Harun, S.S. Suleiman, N.H. Zakaria, F. Lananan, S.H. Abdul and A. Endut. 2014. Effects of different salinities and pH on the growth and proximate composition of Nannochloropsis sp. and Tetraselmis sp. isolated from South China Sea cultured under control and natural condition. Int. Biodeterior. Biodegrad., 95: 11–18. doi: 10.1016/j.ibiod.2014.06.022 Knauer, J. and P.C. Southgate. 1997. Growth and fatty acid composition of Pacific oyster (Crassostrea gigas) spat fed a spray–dried freshwater microalga (Spongiococcum excentricum) and microencapsulated lipids. Aquac., 154 (3–4): 293–303. doi: 10.1016/S0044- 8486(97)00056-2 Kommareddy, A. and G. Anderson. 2003. Study of Light as a parameter in the growth of algae in a Photo-Bioreactor (PBR). Am. Soc. Agric. Eng. Agric. food Biol. Syst., 1: 1–23. Krienitz, L. and M. Wirth. 2006. The high content of polyunsaturated fatty acids in Nannochloropsis limnetica (Eustigmatophyceae) and its implication for food web interactions, freshwater aquaculture and biotechnology. Limnologica, 36 (3): 204–210. doi: 10.1016/j.limno.2006.05.002 Leng, S., W. Li, C. Han, L. Chen, J. Chen, L. Fan, Q. Lu, J. Li, L. Leng and W. Zhou. 2020. Aqueous phase recirculation during hydrothermal carbonization of microalgae and soybean straw: A comparison study. Bioresour. Technol., 298: 122502. doi: 10.1016/j.biortech.2019.122502 Leonardos, N. and I.A.N. Lucas. 2000. The nutritional value of algae grown under different culture conditions for Mytilus edulis L. larvae. Aquac., 182 (3–4): 301–315. doi: 10.1016/S0044- 8486(99)00269-0 López, A. V y J.J. Boccanfuso. 2013. Cepario de microalgas marinas y producción inicial e intermedia de Nannochloropsis oculata (Eustigmatophyceae) en condiciones controladas de laboratorio. Informe final, Instituto Nacional de Investigación y Desarrollo Pesquero, Mar de Plata. 22 p. López–Elías, J.A., N. García–Lagunas, L.R. Jiménez–Gutiérrez y N. Huerta–Aldaz. 2009. Crecimiento de la diatomea Thalassiosira pseudonana en cultivos estáticos con iluminación continua y fotoperiodo a diferentes salinidades. Biotecnia, 11 (1): 11–17. doi: 10.18633/btv11i1.48 López–Muñoz, I., J. Abalde y C. Herrero. 1992. Crecimiento y contenido de pigmentos de cuatro especies de microalgas marinas cultivadas con diferentes temperaturas e intensidades de luz. Nov. Acta Científica Compostel. Biol., 3: 59–65. Lubián, L.M. 1982. Nannochloropsis gaditana sp. nov., una nueva Eustigmatophyceae marina. Lazaroa, 4: 287–294. Lubián, L.M., O. Montero, I. Moreno–Garrido, I.E. Huertas, C. Sobrino, M. González–Del Valle and G. Parés. 2000. Nannochloropsis (Eustigmatophyceae) as source of commercially valuable pigments. J. Appl. Phycol., 12 (3–5): 249–255. doi: 10.1023/a:1008170915932 Macías–Sánchez, M.D., C. Mantell, M. Rodríguez, E. Martínez De La Ossa, L.M. Lubián and O. Montero. 2005. Supercritical fluid extraction of carotenoids and chlorophyll a from Nannochloropsis gaditana. J. Food Eng., 66 (2): 245–251. doi: 10.1016/j.jfoodeng.2004.03.021 MarKose, S., A. Chellappan, P. Thangamani, S. George, S. Thangaswamy, C. Thavasimuthu and M. Mariavincent. 2020. Optimization of physical parameters for the growth and lipid production in Nannochloropsis gaditana (Lubian, 1982). J. Appl. Biol. Biotechnol., 8(03): 6-12. doi: 10.7324/JABB.2020.80302 Martínez–Macias, M.R., R.G. Sánchez, E.R. Meza, R.G. Ulloa y J. Saldívar. 2017. Síntesis de lípidos de la microalga Nannochloropsis oculata para su uso potencial en la producción de biodiésel. Rev. Int. Contam. Ambient., 33 (1): 85–91. doi: 10.20937/RICA.2017.33esp02.08 Marudhupandi, T., R. Sathishkumar and T.T.A. Kumar. 2016. Heterotrophic cultivation of Nannochloropsis salina for enhancing biomass and lipid production. Biotechnol. Reports, 10: 8–16. doi: 10.1016/j.btre.2016.02.001 Mat–Aron, N.S., K.S. Khoo, K.W. Chew, A. Veeramuthu, J.S. Chang and P.L. Show. 2020. Microalgae cultivation in wastewater and potential processing strategies using solvent and membrane separation technologies. J. Water Process Eng., 101701. doi: 10.1016/j.jwpe.2020.101701 Matos, Â.P., M.S. Teixeira, F.M.P.S. Corrêa, M.M. Machado, R.I.S. Werner, A.C. Aguiar, A.L.V. Cubas, E.S. Sant’Anna and E.H.S. Moecke. 2019. Disruption of Nannochloropsis gaditana (Eustigmatophyceae) rigid cell wall by non-thermal plasma prior to lipid extraction and its effect on fatty acid composition. Brazilian J. Chem. Eng., 36 (4): 1419–1428. doi: 10.1590/0104- 6632.20190364s20190097 Mendoza–Guzmán, H.S., A. De la Jara Valido y E. Portillo-Hahnefeld. 2011. Antecedentes. 9–32. En: Mendoza–Guzmán, H.S., A. De la Jara Valido y E. Portillo–Hahnefeld (Ed.). Planta Piloto de Cultivo de Microalgas: Desarrollo potencial de nuevas actividades económicas asociadas a la biotecnología en Canarias. Instituto tecnológico de canarias, Santa Cruz de Tenerife. 61 p. Mitra, M., S.K. Patidar, B. George, F. Shah and S. Mishra. 2015. A euryhaline Nannochloropsis gaditana with potential for nutraceutical (EPA) and biodiesel production. Algal Res., 8: 161– 167. doi: 10.1016/j.algal.2015.02.006 Molino, A., A. Iovine, P. Casella, S. Mehariya, S. Chianese, A. Cerbone, J. Rimauro and D. Musmarra. 2018. Microalgae Characterization for Consolidated and New Application in Human Food, Animal Feed and Nutraceuticals. Int. J. Environ. Res. Public Heal., 15 (2436): 1–21. doi: 10.3390/ijerph15112436 Molino, A., M. Martino, V. Larocca, G. Di Sanzo, A. Spagnoletta, T. Marino, D. Karatza, A. Iovine, S. Mehariya and D. Musmarra. 2019. Eicosapentaenoic acid extraction from Nannochloropsis gaditana using carbon dioxide at supercritical conditions. Mar. Drugs., 17 (2): 1–16. doi: 61 10.3390/md17020132 Nitsos, C., R. Filali, B. Taidi and J. Lemaire. 2020. Current and novel approaches to downstream processing of microalgae: A review. Biotechnol. Adv., 107650. doi: 10.1016/j.biotechadv.2020.107650 Oliveira, I.B.R., A.C.T. Silva, S.F.M. Santos, D.N.M. Lopes, M. da C.O. Freitas, R.L. Maciel, I. de M. Melo and J.W.A. Silva. 2020. Influência da depleção da fonte de nitrogênio no meio de cultura sobre o rendimento de biomassa da Nannochloropsis oculata. Brazilian J. Dev., 6(2): 5670–5675. doi: 10.1016/j.biotechadv.2020.107650 Ortiz–Moreno, M.L., C.E. Cortés–Castillo, J. Sánchez–Villarraga, A.M. Otero–Paternina y J. Padilla. 2012. Evaluación del crecimiento de la microalga Chlorella sorokiniana en diferentes medios de cultivo en condiciones autotroficas y mixotroficas. Orinoquia 16 (1): 1–20. doi: 10.22579/20112629.224 Ospina–Salazar G., M. Santos–Acevedo, J. López–Navarro, D. Gómez–López, J. Álvarez–Barrera y J. Gómez–León. 2011. Avances en la reproducción y mantenimiento de peces marinos ornamentales. Serie de Publicaciones Generales No. 46. Santa Marta, 100 p. Otero, A. and J. Fábregas. 1997. Changes in the nutrient composition of Tetraselmis suecica cultured semicontinuously with different nutrient concentrations and renewal rates. Aquac., 159 (1–2): 111–123.doi: 10.1016/S0044-8486(97)00214-7 Oviedo–Montiel, H., E. Herrera–Cruz, J. Hoya–Florez, M. Prieto–Guevara, A. Estrada–Posada y J.A. Yepes–Blandón. 2020. Crecimiento y viabilidad celular de microalgas: efecto del medio de cultivo. Intropica, 15 (2): 126–136. doi: 10.21676/23897864.3633 Pal, D., I. Khozin-Goldberg, Z. Cohen and S. Boussiba. 2011. The effect of light, salinity, and nitrogen availability on lipid production by Nannochloropsis sp. Appl. Microbiol. Biotechnol., 90 (4): 1429–1441. doi: 10.1007/s00253-011-3170-1 Panta–Vélez, R.P., A.G. Macay–García, E.M. Moncayo–Zambrano y J.C. Vélez–Chicael. 2016. Crecimiento de las microalgas Chaetoceros gracilis e Isochrysis galbana con fertilizantes agrícolas, en laboratorio. Rev. la Tec., 16: 44–55. Parsy, A., C. Sambusiti, P. Baldoni–Andrey, T. Elan and F. Périé. 2020. Cultivation of Nannochloropsis oculata in saline oil and gas wastewater supplemented with anaerobic digestion effluent as nutrient source. Algal Res., 50: 101966. doi: 10.1016/j.algal.2020.101966 Patil, V., T. Källqvist, E. Olsen, G. Vogt and H.R. Gislerød. 2007. Fatty acid composition of 12 microalgae for possible use in aquaculture feed. Aquac. Int., 15 (1): 1–9. doi: 10.1007/s10499- 006-9060-3 Pereira–Gutiérrez, M.F., G.A. Jáuregui Romero, A. Devia Barros y J. Rojas Ruiz. 2017. Cultivo de microalgas Isochrysis galbana y Nannochloropsis sp. para alimentación de larvas de peces marinos. Rev. Mutis., 7 (2): 81–85. doi: 10.21789/22561498.1246 |
| dc.rights.coar.fl_str_mv |
http://purl.org/coar/access_right/c_abf2 |
| dc.rights.local.spa.fl_str_mv |
Abierto (Texto Completo) |
| rights_invalid_str_mv |
Abierto (Texto Completo) http://purl.org/coar/access_right/c_abf2 |
| dc.format.extent.spa.fl_str_mv |
71 páginas |
| dc.format.mimetype.spa.fl_str_mv |
text/html |
| dc.format.rda.spa.fl_str_mv |
1 recurso en línea (archivo de texto) |
| dc.coverage.spatial.spa.fl_str_mv |
Colombia |
| dc.publisher.spa.fl_str_mv |
Universidad de Bogotá Jorge Tadeo Lozano |
| dc.publisher.program.spa.fl_str_mv |
Biología marina |
| dc.publisher.faculty.spa.fl_str_mv |
Facultad de Ciencias Naturales e Ingeniería |
| dc.source.spa.fl_str_mv |
Universidad de Bogotá Jorge Tadeo Lozano Expeditio Repositorio Institucional UJTL |
| institution |
Universidad de Bogotá Jorge Tadeo Lozano |
| bitstream.url.fl_str_mv |
https://expeditiorepositorio.utadeo.edu.co/bitstream/20.500.12010/31198/1/AUTORIZACION_DE_PUBLICACION_DE_TRABAJO_DE_GRADO.pdf https://expeditiorepositorio.utadeo.edu.co/bitstream/20.500.12010/31198/3/ACTIVIDADES%20DE%20MANTENIMIENTO%20Y%20LEVANTE%20DE%20LA%20MICROALGA%20Nannochloropsis%20sp%20Y%20ENSAYOS%20DE%20SALINIDAD%2c%20TIPO%20Y%20CONCENTRACI%c3%93N%20DEL%20MEDIO%20DE%20CULTIVO%20EN%20EL%20LABORATORIO%20DE%20ACUICULTURA.pdf https://expeditiorepositorio.utadeo.edu.co/bitstream/20.500.12010/31198/2/license.txt https://expeditiorepositorio.utadeo.edu.co/bitstream/20.500.12010/31198/4/AUTORIZACION_DE_PUBLICACION_DE_TRABAJO_DE_GRADO.pdf.jpg https://expeditiorepositorio.utadeo.edu.co/bitstream/20.500.12010/31198/5/ACTIVIDADES%20DE%20MANTENIMIENTO%20Y%20LEVANTE%20DE%20LA%20MICROALGA%20Nannochloropsis%20sp%20Y%20ENSAYOS%20DE%20SALINIDAD%2c%20TIPO%20Y%20CONCENTRACI%c3%93N%20DEL%20MEDIO%20DE%20CULTIVO%20EN%20EL%20LABORATORIO%20DE%20ACUICULTURA.pdf.jpg |
| bitstream.checksum.fl_str_mv |
829a4e9865167378039efe9342a5225f c2d6d70a4285cf8cd7f56f26a18a36bf baba314677a6b940f072575a13bb6906 c0671a9f4e61edae07591e8140a1f7d5 86af0d1860bdd1d45a20c71b9fe1601d |
| bitstream.checksumAlgorithm.fl_str_mv |
MD5 MD5 MD5 MD5 MD5 |
| repository.name.fl_str_mv |
Repositorio Institucional - Universidad Jorge Tadeo Lozano |
| repository.mail.fl_str_mv |
expeditiorepositorio@utadeo.edu.co |
| _version_ |
1814213704596586496 |
| spelling |
EL AUTOR, manifiesta que la obra objeto de la presente autorización es original y la realizó sin violar o usurpar derechos de autor de terceros, por lo tanto la obra es de exclusiva autoría y tiene la titularidad sobre la misma. PARGRAFO: En caso de presentarse cualquier reclamación o acción por parte de un tercero en cuanto a los derechos de autor sobre la obra en cuestión, EL AUTOR, asumirá toda la responsabilidad, y saldrá en defensa de los derechos aquí autorizados; para todos los efectos la universidad actúa como un tercero de buena fe. EL AUTOR, autoriza a LA UNIVERSIDAD DE BOGOTA JORGE TADEO LOZANO, para que en los términos establecidos en la Ley 23 de 1982, Ley 44 de 1993, Decisión andina 351 de 1993, Decreto 460 de 1995 y demás normas generales sobre la materia, utilice y use la obra objeto de la presente autorización. POLITICA DE TRATAMIENTO DE DATOS PERSONALES. Declaro que autorizo previa y de forma informada el tratamiento de mis datos personales por parte de LA UNIVERSIDAD DE BOGOTÁ JORGE TADEO LOZANO para fines académicos y en aplicación de convenios con terceros o servicios conexos con actividades propias de la academia, con estricto cumplimiento de los principios de ley. Para el correcto ejercicio de mi derecho de habeas data cuento con la cuenta de correo protecciondatos@utadeo.edu.co, donde previa identificación podré solicitar la consulta, corrección y supresión de mis datosAbierto (Texto Completo)http://purl.org/coar/access_right/c_abf2Ospina Salazar, Gloria HelenaLara Quintero, Olga LuciaBorrero Pardo, Carlos EduardoMora Solano, Ligie VanessaBiólogo(s) marinoColombia2023-05-18T20:35:58Z2023-05-18T20:35:58Z2022http://hdl.handle.net/20.500.12010/31198http://expeditio.utadeo.edu.coNannochloropsis es una microalga que se caracteriza por tener un alto contenido de lípidos, producir carotenoides, ácidos grasos saturados, monoinsaturados y poliinsaturados, lo cual la hace atractiva para la acuicultura, por ende, se estableció un protocolo para el cultivo y levante de Nannochloropsis sp. y se modificaron las variables fisicoquímicas, medios de cultivo y concentraciones, con el fin de analizar su productividad de biomasa en condiciones de laboratorio. El experimento se realizó por triplicado evaluando el efecto de tres salinidades (10, 20 y 30 g L-1), dos medios de cultivo (analítico y comercial), y dos concentraciones de nutrientes (alta y baja), sobre el incremento en la densidad celular de Nannochloropsis sp. Se observo que la microalga creció con todos los tratamientos evaluados. Independientemente de la concentración de nutrientes, sin embargo, la cultivada con los medios analíticos tuvo un mayor crecimiento y la fase exponencial se mantuvo por más tiempo, en comparación de las sembradas con medios comerciales.#Acuicultura#NannochloropsisRequerimientos de sistema: Adobe Acrobat ReaderNannochloropsis is a microalgae that is characterized by having a high content of lipids, producing carotenoids, saturated fatty acids, monounsaturated and polyunsaturated, which makes it attractive for aquaculture, therefore, a protocol was established for the cultivation and raising of Nannochloropsis sp. and physico-chemical variables, culture media and concentrations were modified to analyse their biomass productivity under laboratory conditions. The experiment was performed in triplicate by evaluating the effect of three salinities (10, 20 and 30 g L-1), two culture media (analytical and commercial), and two nutrient concentrations (high and low), on the increase in cell density of Nannochloropsis sp. It was observed that the microalgae grew with all the treatments evaluated. Regardless of the concentration of nutrients, however, the one cultivated with the analytical means had a higher growth and the exponential phase was maintained for longer, compared to those sown with commercial means.71 páginastext/html1 recurso en línea (archivo de texto)spaUniversidad de Bogotá Jorge Tadeo LozanoBiología marinaFacultad de Ciencias Naturales e IngenieríaUniversidad de Bogotá Jorge Tadeo LozanoExpeditio Repositorio Institucional UJTLNannochloropsisLaboratoriosDensidad celularMicroalgasCultivosActividades de mantenimiento y levante de la microalga Nannochloropsis sp y ensayos de salinidad, tipo y concentración del medio de cultivo en el laboratorio de acuiculturaTrabajo de grado de pregradohttp://purl.org/coar/resource_type/c_7a1fAcién, F.G., J.M. Fernandez y E. Molina. 2015. Producción de microalgas a gran escala y evaluación de los costos de producción. 36–52. En: Molina–Grima, E. E. Ortiz., J. Perales (Ed.). Manual de buenas prácticas: Instalación de cultivo de microalgas. Proyecto CO2: Algaefix. Algaefix. 120 p.Algaebase. 2020. Nannochloropsis D.J.Hibberd, 1981. Ver https://www.algaebase.org/search/genus/detail/?tc=accept&genus_id=44568&- session=abv4:AC1F06401b0e40308CXhEE4920D0 17/10/2020.Allen, E.J. and E.W. Nelson. 1910. On the Artificial Culture of Marine Plankton Organisms. J. Mar. Biol. Assoc. United Kingdom., 8 (5): 421–474. doi: 10.1017/S0025315400073690Anderson, M.J., R.N. Gorley and K.R. Clarke. 2008. PERMANOVA+ for PRIMER: Guide to Software and Statistical Methods. PRIMER-E Ltd, Washington. 218 p.Araujo, G.S., L.J.B.L. Matos, L.R.B. Gonçalves, F.A.N. Fernandes and W.R.L. Farias. 2011. Bioprospecting for oil producing microalgal strains: Evaluation of oil and biomass production for ten microalgal strains. Bioresour. Technol., 102 (8): 5248–5250. doi: 10.1016/j.biortech.2011.01.089Arredondo–Vega, B.O., y D. Voltolina. 2007. Determinación de peso seco y contenido orgánico e inorgánico. 23–26. En: Arredondo-Vega, B.O., D. Voltolina, T. Zenteno-Savín, M.A. Montoya, y G.A. Gómez-Anduro (Ed.). Métodos y herramientas analíticas en la evaluación la biomasa microalgal. CIB, Mexico D.F. 150 p.Arumugam, K., M.F. Ahmad, N.S. Yaacob, W.M. Ikram, M.N Maniyam, H. Abdullah, T. Katayama K. Komatsu, V.S. Kuwahara. 2020. Enhancement of targeted microalgae species growth using aquaculture sludge extracts. Heliyon, 6 (7): 1–8.Ashour, M. and A. El–Wahab. 2017. Enhance Growth and Biochemical Composition of Nannochloropsis oceanica, Cultured under Nutrient Limitation, Using Commercial Agricultural Fertilizers. J. Mar. Sci. Res. Dev., 7 (4): 1–5. doi: 10.4172/2155-9910.1000233vBarajas–Solano, A.F., C.A. Godoy–Ruiz, J.D. Monroy–Davila, C. Barajas–Ferreira y V. Kafarov. 2012. Mejoramiento del secuestro de CO2 por Chlorella vulgaris UTEX 1803 en fotobiorreactores a escala laboratorio. Rev. ION, 25 (2): 39–47.Bartley, M.L., W.J. Boeing, A.A. Corcoran, F.O. Holguin and T. Schaub. 2013. Effects of salinity on growth and lipid accumulation of biofuel microalga Nannochloropsis salina and invading organisms. Biomass and Bioenergy, 54: 83–88. doi: 10.1016/j.biombioe.2013.03.026Bastidas, O. 2013. Conteo Celular con Hematocitómetro. Uso Elemental del Hematocitómetro. Nota técnica, Celeromics. 6 p. https://www.studocu.com/es/document/universidad-politecnica-decartagena/analisis-de-riesgos-y-microbiologia-predictiva-risk-analysis-and-predictivemicrobiology/conteo-camara-neubauer/23268073 (08/06/2022).Benavente-Valdés, J.R., J.C. Montañez, C.N. Aguilar, A. Méndez-Zavala y B. Valdivia. 2012. Tecnología de cultivo de microalgas en fotobiorreactores. Acta Química Mexicana, 4 (7): 1–12.Bermúdez, J.L., C. Lodeiros y E. Morales. 2002. Producción de biomasa de la microalga marina Chroomonas sp., en función del pH, intensidad luminosa y salinidad. Bol. Investig. Mar. y Costeras., 31: 167–185. doi: 10.25268/bimc.invemar.2002.31.0.290Bernaerts, T.M.M., H. Verstreken, C. Dejonghe, L. Gheysen, I. Foubert, T. Grauwet and A.M. Van Loey. 2020. Cell disruption of Nannochloropsis sp. improves in vitro bioaccessibility of carotenoids and ω3–LC–PUFA. J. Funct. Foods., 65: 1–10.doi: 10.1016/j.jff.2019.103770Bondioli, P., L. Della Bella, G. Rivolta, G. Chini Zittelli, N. Bassi, L. Rodolfi, D. Casini, M. Prussi, D. Chiaramonti and M.R. Tredici. 2012. Oil production by the marine microalgae Nannochloropsis sp. F&M-M24 and Tetraselmis suecica F&M-M33. Bioresour. Technol., 114: 567–572. doi: 10.1016/j.biortech.2012.02.123Bongiovani, N., M. Virginia Sanchez–Puerta, C. Popovich y P. Leonardi. 2014. Identificación molecular y filogenética de una cepa oleaginosa de Nannochloropsis oceanica (Eustigmatophyceae) aislada de la costa atlántica suroeste (Argentina). Rev. Biol. Mar. Oceanogr., 49 (3): 615–623. doi: 10.4067/S0718-19572014000300019Borowitzka, M.A. 2018. Biology of microalgae. 23–72. En: Levine, I. A. and J. Fleurence (Ed.) Microalgae Heal. Dis. Prev., Elsevier Inc, Estados Unidos. 354 p.Brown, M.R., M. Mular, I. Miller, C. Farmer and C. Trenerry. 1999. The vitamin content of microalgae used in aquaculture. J. Appl. Phycol., 11 (3): 247–255. doi: 10.1023/A:1008075903578Brown, M.R., S.W. Jeffrey, J.K. Volkman and G.A. Dunstan. 1997. Nutritional properties of microalgae for mariculture. Aquac., 151 (1–4): 315–331. doi: 10.1016/S0044-8486(96)01501- 3Buckingham, L. 2014. Expressions of Concentrations. 85–101. En: Buckingham, L. (Ed.). Fundamental laboratory mathematics: required calculations for the medical laboratory professional. F. A. Davis Company, Filadelfia. 350 p.Calder, P.C. 2018. Very long-chain n–3 fatty acids and human health: Fact, fiction and the future. Proc. Nutr. Soc., 77 (1): 52–72. doi: 10.1017/S0029665117003950Chapman, G.A., D.L. Denton and J.M. Lazorchak. 1995. Effluent and receiving water collection, preservation and storage. 421 - 450. En Chapman, G.A., D.L. Denton and J.M. Lazorchak (Eds.). Short-term methods for estimating the chronic toxicity of effluents and receiving waters to west coast marine and estuarine organisms. Usepa Editions. Cincinnati. 673 p.Cheng, P., C. Zhou, R. Chu, T. Chang, J. Xu, R. Ruan, P. Chen and X. Yan. 2020. Effect of microalgae diet and culture system on the rearing of bivalve mollusks: Nutritional properties and potential cost improvements. Algal Res., 51: 102076. doi: 10.1080/09670260010001735711Cheng-Wu, Z., O. Zmora, R. Kopel, and A. Richmond. 2001. An industrial-size flat plate glass reactor for mass production of Nannochloropsis sp.(Eustigmatophyceae). Aquaculture, 195 (1): 35- 49Chisti, Y. 2007. Biodiesel from microalgae. Biotechnol. Adv., 25 (3): 94–306. doi: 10.1016/j.biotechadv.2007.02.001Chua, E.T. and P.M. Schenk. 2017. A biorefinery for Nannochloropsis: Induction, harvesting, and extraction of EPA–rich oil and high–value protein. Bioresour. Technol., 244 (2): 1416–1424. doi: 10.1016/j.biortech.2017.05.124Cisneros, R. 2011. Rendimiento poblacional del rotífero nativo Brachionus sp." Cayman", utilizando diferentes enriquecedores. Ecol. apl., 10 (2): 99–105.Coutteau, P. 1996. Micro–algae. 7-–8. En: Lavens, P. and P. Sorgeloos (Ed.). Manual on the production and use of live food for aquaculture. Food and Agriculture Organization (FAO), Roma. 306 p.Darvehei, P., P.A. Bahri and N.R. Moheimani. 2018. Model development for the growth of microalgae: A review. Renew. Sustain. Energy Rev., 97: 233–258. doi: 10.1016/j.rser.2018.08.027Dominguez–Gómez, M, J. Ruiz–Gonzales, C. Garrido–Perez y J.A. Vargas–Machuca. 2020. Ficorremediación de Aguas Residuales Urbanas de Pequeños Municipios con Microalgas. Rev. Científica Ecociencia, 7 (3): 1–27.Ebrahimzadeh, M.A., M. Khalili and A.A. Dehpour. 2018. Antioxidant activity of ethyl acetate and methanolic extracts of two marine algae, Nannochloropsis oculata and Gracilaria gracilis Coutteau, P. 1996 An in vitro assay. Brazilian J. Pharm. Sci., 54 (1): 1-6. doi: 10.1590/s2175- 97902018000117280.Fidalgo, J.P., A. Cid, E. Torres, A. Sukenik and C. Herrero. 1998. Effects of nitrogen source and growth phase on proximate biochemical composition, lipid classes and fatty acid profile of the marine microalga Isochrysis galbana. Aquac., 166 (1–2): 105–116. doi: 10.1016/S0044- 8486(98)00278-6García–Romeral, J., M. Pavía–Gómez, T. García, J. Chirivella–Martorell y Á. Serrano–Aroca. 2017. Principios de Biotecnología y Bioingeniería en el cultivo de microalgas: importancia, problemas tecnológicos, tipos y sistemas de cultivos, crecimiento, factores limitantes, selección, aislamiento, escalado y caracterización bioquímica. Rev. Iberoam. Interdiscip. Métodos, Model. y Simulación, 9: 115–130.Gómez–Luna, L.M. 2007. Microalgas: Aspectos ecológicos y biotecnológicos. Rev. Cuba. Química 19 (2): 3–20.Gouveia, L., A.P. Batista, I. Sousa, A. Raymundo and N.M. Bandarra. 2008. Microalgae in Novel Food Products. 1–37. En: Papadopoulos, K. (Ed.) Food Chemistry Research Developments.Nova Science Publishers, Inc., New York. 297 p.Guevara, M., R. Pinto, J. Villarroel, E. Hernández, R. Díaz, B. Gotera y R. Cortez. 2016. Influencia de la salinidad y la irradiancia sobre el crecimiento y composición bioquímica de una nueva cepa de Dunaliella salina, proveniente de las Salinas de Araya, Venezuela. Rev. la Fac. Agron. Univ. del Zulia., 28 (3): 494–501.Guillard, R.R.L. 1975. Culture of Phytoplankton for Feeding Marine Invertebrates. 29–60. En: Smith, W. L. and M. H. Chanley (Ed.). Culture of Marine Invertebrate Animals. Springer, Boston. 338 p. doi: 10.1007/978-1-4615-8714-9_3Hammouda, O., A. Gaber y N. Abdel–Raouf. 1995. Microalgae and wastewater treatment. Ecotoxicol. Environ. Saf., 31 (3): 205–210. doi: 10.1006/eesa.1995.1064Han, D., J. Jia, J. Li, M. Sommerfeld, J. Xu and Q. Hu. 2017. Metabolic remodeling of membrane glycerolipids in the microalga Nannochloropsis oceanica under nitrogen deprivation. Front. Mar. Sci., 4 (242): 1–15. doi: 10.3389/fmars.2017.00242Helm, M. y N. Bourne. 2006. Funcionamiento del criadero: cultivo de algas. 31–58. En: Lovatelli, A. (Ed.). Cultivo de bivalvos en criadero. Un manual practico. FAO. Roma. 180 p.Hena, S., L. Gutierrez and J.P. Croué. 2021. Removal of pharmaceutical and personal care products (PPCPs) from wastewater using microalgae: A review. J. Hazard. Mater., 403: 124041. doi: 10.1016/j.jhazmat.2020.124041Hernández–Pérez, A. y J.I. Labbé. 2014. Microalgas, cultivo y beneficios. Rev. Biol. Mar. Oceanogr., 49 (2): 157–173. doi: 10.4067/S0718-19572014000200001Hoshida, H., T. Ohira, A. Minematsu, R. Akada and Y. Nishizawa. 2005. Accumulation of eicosapentaenoic acid in Nannochloropsis sp. in response to elevated CO2 concentrations. J. Appl. Phycol., 17 (1): 29–34. doi: 10.1007/s10811-005-5512-9INVEMAR. 2018. Evaluación de organismos marinos con potencial bioactivo. Informe final, Bol. Investig. Mar. y Costeras., Santa Marta. 108 p.Keller, M.D., R.C. Selvin, W. Claus and R.R.L. Guillard. 1987. Media for the culture of oceanic ultraphytoplankton. J. Phycol., 23 (4): 633–638. doi: 10.1111/j.1529-8817.1987.tb04217.xKent, M., H.M. Welladsen, A. Mangott and Y. Li. 2015. Nutritional Evaluation of Australian Microalgae as Potential Human Health Supplements. PLoS One., 10 (2): 1–14. doi: 10.1371/journal.pone.0118985Khatoon, H., N. Abdu, S. Banerjee, N. Harun, S.S. Suleiman, N.H. Zakaria, F. Lananan, S.H. Abdul and A. Endut. 2014. Effects of different salinities and pH on the growth and proximate composition of Nannochloropsis sp. and Tetraselmis sp. isolated from South China Sea cultured under control and natural condition. Int. Biodeterior. Biodegrad., 95: 11–18. doi: 10.1016/j.ibiod.2014.06.022Knauer, J. and P.C. Southgate. 1997. Growth and fatty acid composition of Pacific oyster (Crassostrea gigas) spat fed a spray–dried freshwater microalga (Spongiococcum excentricum) and microencapsulated lipids. Aquac., 154 (3–4): 293–303. doi: 10.1016/S0044- 8486(97)00056-2Kommareddy, A. and G. Anderson. 2003. Study of Light as a parameter in the growth of algae in a Photo-Bioreactor (PBR). Am. Soc. Agric. Eng. Agric. food Biol. Syst., 1: 1–23.Krienitz, L. and M. Wirth. 2006. The high content of polyunsaturated fatty acids in Nannochloropsis limnetica (Eustigmatophyceae) and its implication for food web interactions, freshwater aquaculture and biotechnology. Limnologica, 36 (3): 204–210. doi: 10.1016/j.limno.2006.05.002Leng, S., W. Li, C. Han, L. Chen, J. Chen, L. Fan, Q. Lu, J. Li, L. Leng and W. Zhou. 2020. Aqueous phase recirculation during hydrothermal carbonization of microalgae and soybean straw: A comparison study. Bioresour. Technol., 298: 122502. doi: 10.1016/j.biortech.2019.122502Leonardos, N. and I.A.N. Lucas. 2000. The nutritional value of algae grown under different culture conditions for Mytilus edulis L. larvae. Aquac., 182 (3–4): 301–315. doi: 10.1016/S0044- 8486(99)00269-0López, A. V y J.J. Boccanfuso. 2013. Cepario de microalgas marinas y producción inicial e intermedia de Nannochloropsis oculata (Eustigmatophyceae) en condiciones controladas de laboratorio. Informe final, Instituto Nacional de Investigación y Desarrollo Pesquero, Mar de Plata. 22 p.López–Elías, J.A., N. García–Lagunas, L.R. Jiménez–Gutiérrez y N. Huerta–Aldaz. 2009. Crecimiento de la diatomea Thalassiosira pseudonana en cultivos estáticos con iluminación continua y fotoperiodo a diferentes salinidades. Biotecnia, 11 (1): 11–17. doi: 10.18633/btv11i1.48López–Muñoz, I., J. Abalde y C. Herrero. 1992. Crecimiento y contenido de pigmentos de cuatro especies de microalgas marinas cultivadas con diferentes temperaturas e intensidades de luz. Nov. Acta Científica Compostel. Biol., 3: 59–65.Lubián, L.M. 1982. Nannochloropsis gaditana sp. nov., una nueva Eustigmatophyceae marina. Lazaroa, 4: 287–294.Lubián, L.M., O. Montero, I. Moreno–Garrido, I.E. Huertas, C. Sobrino, M. González–Del Valle and G. Parés. 2000. Nannochloropsis (Eustigmatophyceae) as source of commercially valuable pigments. J. Appl. Phycol., 12 (3–5): 249–255. doi: 10.1023/a:1008170915932Macías–Sánchez, M.D., C. Mantell, M. Rodríguez, E. Martínez De La Ossa, L.M. Lubián and O. Montero. 2005. Supercritical fluid extraction of carotenoids and chlorophyll a from Nannochloropsis gaditana. J. Food Eng., 66 (2): 245–251. doi: 10.1016/j.jfoodeng.2004.03.021MarKose, S., A. Chellappan, P. Thangamani, S. George, S. Thangaswamy, C. Thavasimuthu and M. Mariavincent. 2020. Optimization of physical parameters for the growth and lipid production in Nannochloropsis gaditana (Lubian, 1982). J. Appl. Biol. Biotechnol., 8(03): 6-12. doi: 10.7324/JABB.2020.80302Martínez–Macias, M.R., R.G. Sánchez, E.R. Meza, R.G. Ulloa y J. Saldívar. 2017. Síntesis de lípidos de la microalga Nannochloropsis oculata para su uso potencial en la producción de biodiésel. Rev. Int. Contam. Ambient., 33 (1): 85–91. doi: 10.20937/RICA.2017.33esp02.08Marudhupandi, T., R. Sathishkumar and T.T.A. Kumar. 2016. Heterotrophic cultivation of Nannochloropsis salina for enhancing biomass and lipid production. Biotechnol. Reports, 10: 8–16. doi: 10.1016/j.btre.2016.02.001Mat–Aron, N.S., K.S. Khoo, K.W. Chew, A. Veeramuthu, J.S. Chang and P.L. Show. 2020. Microalgae cultivation in wastewater and potential processing strategies using solvent and membrane separation technologies. J. Water Process Eng., 101701. doi: 10.1016/j.jwpe.2020.101701Matos, Â.P., M.S. Teixeira, F.M.P.S. Corrêa, M.M. Machado, R.I.S. Werner, A.C. Aguiar, A.L.V. Cubas, E.S. Sant’Anna and E.H.S. Moecke. 2019. Disruption of Nannochloropsis gaditana (Eustigmatophyceae) rigid cell wall by non-thermal plasma prior to lipid extraction and its effect on fatty acid composition. Brazilian J. Chem. Eng., 36 (4): 1419–1428. doi: 10.1590/0104- 6632.20190364s20190097Mendoza–Guzmán, H.S., A. De la Jara Valido y E. Portillo-Hahnefeld. 2011. Antecedentes. 9–32. En: Mendoza–Guzmán, H.S., A. De la Jara Valido y E. Portillo–Hahnefeld (Ed.). Planta Piloto de Cultivo de Microalgas: Desarrollo potencial de nuevas actividades económicas asociadas a la biotecnología en Canarias. Instituto tecnológico de canarias, Santa Cruz de Tenerife. 61 p.Mitra, M., S.K. Patidar, B. George, F. Shah and S. Mishra. 2015. A euryhaline Nannochloropsis gaditana with potential for nutraceutical (EPA) and biodiesel production. Algal Res., 8: 161– 167. doi: 10.1016/j.algal.2015.02.006Molino, A., A. Iovine, P. Casella, S. Mehariya, S. Chianese, A. Cerbone, J. Rimauro and D. Musmarra. 2018. Microalgae Characterization for Consolidated and New Application in Human Food, Animal Feed and Nutraceuticals. Int. J. Environ. Res. Public Heal., 15 (2436): 1–21. doi: 10.3390/ijerph15112436Molino, A., M. Martino, V. Larocca, G. Di Sanzo, A. Spagnoletta, T. Marino, D. Karatza, A. Iovine, S. Mehariya and D. Musmarra. 2019. Eicosapentaenoic acid extraction from Nannochloropsis gaditana using carbon dioxide at supercritical conditions. Mar. Drugs., 17 (2): 1–16. doi: 61 10.3390/md17020132Nitsos, C., R. Filali, B. Taidi and J. Lemaire. 2020. Current and novel approaches to downstream processing of microalgae: A review. Biotechnol. Adv., 107650. doi: 10.1016/j.biotechadv.2020.107650Oliveira, I.B.R., A.C.T. Silva, S.F.M. Santos, D.N.M. Lopes, M. da C.O. Freitas, R.L. Maciel, I. de M. Melo and J.W.A. Silva. 2020. Influência da depleção da fonte de nitrogênio no meio de cultura sobre o rendimento de biomassa da Nannochloropsis oculata. Brazilian J. Dev., 6(2): 5670–5675. doi: 10.1016/j.biotechadv.2020.107650Ortiz–Moreno, M.L., C.E. Cortés–Castillo, J. Sánchez–Villarraga, A.M. Otero–Paternina y J. Padilla. 2012. Evaluación del crecimiento de la microalga Chlorella sorokiniana en diferentes medios de cultivo en condiciones autotroficas y mixotroficas. Orinoquia 16 (1): 1–20. doi: 10.22579/20112629.224Ospina–Salazar G., M. Santos–Acevedo, J. López–Navarro, D. Gómez–López, J. Álvarez–Barrera y J. Gómez–León. 2011. Avances en la reproducción y mantenimiento de peces marinos ornamentales. Serie de Publicaciones Generales No. 46. Santa Marta, 100 p.Otero, A. and J. Fábregas. 1997. Changes in the nutrient composition of Tetraselmis suecica cultured semicontinuously with different nutrient concentrations and renewal rates. Aquac., 159 (1–2): 111–123.doi: 10.1016/S0044-8486(97)00214-7Oviedo–Montiel, H., E. Herrera–Cruz, J. Hoya–Florez, M. Prieto–Guevara, A. Estrada–Posada y J.A. Yepes–Blandón. 2020. Crecimiento y viabilidad celular de microalgas: efecto del medio de cultivo. Intropica, 15 (2): 126–136. doi: 10.21676/23897864.3633Pal, D., I. Khozin-Goldberg, Z. Cohen and S. Boussiba. 2011. The effect of light, salinity, and nitrogen availability on lipid production by Nannochloropsis sp. Appl. Microbiol. Biotechnol., 90 (4): 1429–1441. doi: 10.1007/s00253-011-3170-1Panta–Vélez, R.P., A.G. Macay–García, E.M. Moncayo–Zambrano y J.C. Vélez–Chicael. 2016. Crecimiento de las microalgas Chaetoceros gracilis e Isochrysis galbana con fertilizantes agrícolas, en laboratorio. Rev. la Tec., 16: 44–55.Parsy, A., C. Sambusiti, P. Baldoni–Andrey, T. Elan and F. Périé. 2020. Cultivation of Nannochloropsis oculata in saline oil and gas wastewater supplemented with anaerobic digestion effluent as nutrient source. Algal Res., 50: 101966. doi: 10.1016/j.algal.2020.101966Patil, V., T. Källqvist, E. Olsen, G. Vogt and H.R. Gislerød. 2007. Fatty acid composition of 12 microalgae for possible use in aquaculture feed. Aquac. Int., 15 (1): 1–9. doi: 10.1007/s10499- 006-9060-3Pereira–Gutiérrez, M.F., G.A. Jáuregui Romero, A. Devia Barros y J. Rojas Ruiz. 2017. Cultivo de microalgas Isochrysis galbana y Nannochloropsis sp. para alimentación de larvas de peces marinos. Rev. Mutis., 7 (2): 81–85. doi: 10.21789/22561498.1246ORIGINALAUTORIZACION_DE_PUBLICACION_DE_TRABAJO_DE_GRADO.pdfAUTORIZACION_DE_PUBLICACION_DE_TRABAJO_DE_GRADO.pdfCarta de Autorizaciónapplication/pdf1025249https://expeditiorepositorio.utadeo.edu.co/bitstream/20.500.12010/31198/1/AUTORIZACION_DE_PUBLICACION_DE_TRABAJO_DE_GRADO.pdf829a4e9865167378039efe9342a5225fMD51open accessACTIVIDADES DE MANTENIMIENTO Y LEVANTE DE LA MICROALGA Nannochloropsis sp Y ENSAYOS DE SALINIDAD, TIPO Y CONCENTRACIÓN DEL MEDIO DE CULTIVO EN EL LABORATORIO DE ACUICULTURA.pdfACTIVIDADES DE MANTENIMIENTO Y LEVANTE DE LA MICROALGA Nannochloropsis sp Y ENSAYOS DE SALINIDAD, TIPO Y CONCENTRACIÓN DEL MEDIO DE CULTIVO EN EL LABORATORIO DE ACUICULTURA.pdfTesisapplication/pdf2331398https://expeditiorepositorio.utadeo.edu.co/bitstream/20.500.12010/31198/3/ACTIVIDADES%20DE%20MANTENIMIENTO%20Y%20LEVANTE%20DE%20LA%20MICROALGA%20Nannochloropsis%20sp%20Y%20ENSAYOS%20DE%20SALINIDAD%2c%20TIPO%20Y%20CONCENTRACI%c3%93N%20DEL%20MEDIO%20DE%20CULTIVO%20EN%20EL%20LABORATORIO%20DE%20ACUICULTURA.pdfc2d6d70a4285cf8cd7f56f26a18a36bfMD53open accessLICENSElicense.txtlicense.txttext/plain; charset=utf-82938https://expeditiorepositorio.utadeo.edu.co/bitstream/20.500.12010/31198/2/license.txtbaba314677a6b940f072575a13bb6906MD52open accessTHUMBNAILAUTORIZACION_DE_PUBLICACION_DE_TRABAJO_DE_GRADO.pdf.jpgAUTORIZACION_DE_PUBLICACION_DE_TRABAJO_DE_GRADO.pdf.jpgIM Thumbnailimage/jpeg13979https://expeditiorepositorio.utadeo.edu.co/bitstream/20.500.12010/31198/4/AUTORIZACION_DE_PUBLICACION_DE_TRABAJO_DE_GRADO.pdf.jpgc0671a9f4e61edae07591e8140a1f7d5MD54open accessACTIVIDADES DE MANTENIMIENTO Y LEVANTE DE LA MICROALGA Nannochloropsis sp Y ENSAYOS DE SALINIDAD, TIPO Y CONCENTRACIÓN DEL MEDIO DE CULTIVO EN EL LABORATORIO DE ACUICULTURA.pdf.jpgACTIVIDADES DE MANTENIMIENTO Y LEVANTE DE LA MICROALGA Nannochloropsis sp Y ENSAYOS DE SALINIDAD, TIPO Y CONCENTRACIÓN DEL MEDIO DE CULTIVO EN EL LABORATORIO DE ACUICULTURA.pdf.jpgIM Thumbnailimage/jpeg7536https://expeditiorepositorio.utadeo.edu.co/bitstream/20.500.12010/31198/5/ACTIVIDADES%20DE%20MANTENIMIENTO%20Y%20LEVANTE%20DE%20LA%20MICROALGA%20Nannochloropsis%20sp%20Y%20ENSAYOS%20DE%20SALINIDAD%2c%20TIPO%20Y%20CONCENTRACI%c3%93N%20DEL%20MEDIO%20DE%20CULTIVO%20EN%20EL%20LABORATORIO%20DE%20ACUICULTURA.pdf.jpg86af0d1860bdd1d45a20c71b9fe1601dMD55open access20.500.12010/31198oai:expeditiorepositorio.utadeo.edu.co:20.500.12010/311982023-05-19 03:01:35.653open accessRepositorio Institucional - Universidad Jorge Tadeo Lozanoexpeditiorepositorio@utadeo.edu.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 |