"Caracterización de mutantes sanA durante la deficiencia de LTGs en Vibrio cholerae"
Las bacterias a nivel estructural poseen una compleja pared celular, la cuál está compuesta por diferentes estructuras. Una de las principales estructuras es la capa de peptidoglicano (PG), la cuál puede estar presente en diferentes proporciones dependiendo del tipo de bacteria que se esté analizand...
- Autores:
-
Merchán Parada, Gabriela
- Tipo de recurso:
- Trabajo de grado de pregrado
- Fecha de publicación:
- 2024
- Institución:
- Universidad de los Andes
- Repositorio:
- Séneca: repositorio Uniandes
- Idioma:
- spa
- OAI Identifier:
- oai:repositorio.uniandes.edu.co:1992/73394
- Acceso en línea:
- https://hdl.handle.net/1992/73394
- Palabra clave:
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Las bacterias a nivel estructural poseen una compleja pared celular, la cuál está compuesta por diferentes estructuras. Una de las principales estructuras es la capa de peptidoglicano (PG), la cuál puede estar presente en diferentes proporciones dependiendo del tipo de bacteria que se esté analizando. Las bacterias gram-positivas tienen su membrana principalmente compuesta por PG en comparación con las bacterias gram-negativas, donde solo se presenta el PG en una baja proporción. Este heteropolímero estructural es clave en la pared celular de la bacteria ya que conforma un saco de gran tamaño que recubre la célula y cumple un rol muy dinámico a nivel de regulación de síntesis, remodelación y renovación estructural de la bacteria (Vollmer et al., 2008). Es relevante reconocer que la pared de PG no solo tiene función a nivel estructural en la bacteria, sino que también interviene en la elongación celular y por tanto en la división celular. La síntesis y la degradación de PG son procesos que se llevan a cabo constantemente en la bacteria por un grupo de enzimas especializadas; en estos procesos se requiere de un equilibrio constante con el fin de mantener la integridad bacteriana. Dentro de este grupo de enzimas se encuentran las transglicosilasas líticas (LTGs), aquellas que se unen específicamente a los enlaces glicosídicos entre las subunidades de disacáridos en las cadenas de PG y son reconocidas por tener potencial de terminasas en la elongación del glicano durante la síntesis, por su participación en el reciclaje de PG, la separación de células hijas, entre otros eventos celulares más (Weaver et al., 2022). Actualmente, se han caracterizado algunos morfotipos de los mutantes originados tras la eliminación de LTGs, por medio de procesos de deleción individual, los cuáles han permitido determinar que solo una LTG es necesaria para la separación de dos células hijas, así como también han permitido diferenciar a nivel funcional y fenotípico las células silvestre y las mutantes (Dorr et al., 2013). Partiendo de lo descrito anteriormente esta investigación se centra en la caracterización de mutantes por medio de la deleción y sobreexpresión del gen codificante a sanA bajo la deficiencia de LTGs en células bacterianas de la especie Vibrio cholerae. Se espera describir el comportamiento celular en presencia de un mutante (Δ7LTG o ΔsanA) y del doble mutante (Δ7LTGΔsanA), así como su caracterización a nivel fenotípico y de viabilidad celular frente a variaciones de temperatura y disponibilidad de nutrientes. |
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Chao, K. L. et al. The Escherichia coli YdcF binds S-adenosyl-L-methionine and adopts an alpha/beta-fold characteristic of nucleotide-utilizing enzymes. Proteins 72, 506–509 (2008). Dörr, T., Cava, F., Lam, H., Davis, B. M., & Waldor, M. K. (2013). Substrate specificity of an elongation‐specific peptidoglycan endopeptidase and its implications for cell wall architecture and growth ofVibrio cholerae. Molecular Microbiology, 89(5), 949–962. https://doi.org/10.1111/mmi.12323 Guerrero, F., Ciragan, A. & Iwaï, H. Tandem SUMO fusion vectors for improving soluble protein expression and purification. Protein Expr. Purif. 116, 42–49 (2015). Janaszak, A., Nadratowska-Wesołowska, B., Konopa, G. & Taylor, A. The P1 promoter of the Escherichia coli rpoH gene is utilized by sigma 70 -RNAP or sigma s -RNAP depending on growth phase. FEMS Microbiol. Lett. 291, 65–72 (2009). Karimova, G., Gauliard, E., Davi, M., Ouellette, S. P. & Ladant, D. Protein–Protein Interaction: Bacterial Two-Hybrid. in Bacterial Protein Secretion Systems: Methods and Protocols (eds. Journet, L. & Cascales, E.) 159–176 (Springer, 2017). doi:10.1007/978-1- 4939-7033-9_13. Kouidmi, I., Alvarez, L., Collet, J. F., Cava, F. & Paradis-Bleau, C. The Chaperone Activities of DsbG and Spy Restore Peptidoglycan Biosynthesis in the elyC Mutant by Preventing Envelope Protein Aggregation. J. Bacteriol. 200, e00245-18 (2018). Mitchell, A. M., Wang, W. & Silhavy, T. J. Novel RpoS-Dependent Mechanisms Strengthen the Envelope Permeability Barrier during Stationary Phase. J. Bacteriol. 199, e00708-16 (2016). Lim, H. C. & Bernhardt, T. G. A PopZ-linked apical recruitment assay for studying protein– protein interactions in the bacterial cell envelope. Mol. Microbiol. 112, 1757–1768 (2019). Rida, S., Caillet, J., & Alix, J. (1996). Amplification of a novel gene, sanA, abolishes a vancomycin-sensitive defect in Escherichia coli. Journal of Bacteriology, 178(1), 94–102. https://doi.org/10.1128/jb.178.1.94-102.1996 Santin, Y. G. & Cascales, E. Measure of Peptidoglycan Hydrolase Activity. in Bacterial Protein Secretion Systems: Methods and Protocols (eds. Journet, L. & Cascales, E.) 151–158 (Springer, 2017). doi:10.1007/978-1-4939-7033-9_12. Typas, A., Banzhaf, M., Gross, C. A., & Vollmer, W. (2011). From the regulation of peptidoglycan synthesis to bacterial growth and morphology. Nature Reviews Microbiology, 10(2), 123–136. https://doi.org/10.1038/nrmicro2677 Vollmer, W., Blanot, D., & De Pedro, M. A. (2008). Peptidoglycan structure and architecture. Fems Microbiology Reviews, 32(2), 149–167. https://doi.org/10.1111/j.1574- 6976.2007.00094.x Weaver, A., Jimenez-Ruiz, V., Tallavajhala, S., Ransegnola, B., Wong, K., & Dörr, T. (2019). Lytic transglycosylases RlpA and MltC assist inVibrio choleraedaughter cell separation. Molecular Microbiology, 112(4), 1100–1115. https://doi.org/10.1111/mmi.14349 Weaver, A. I. et al. Lytic transglycosylases mitigate periplasmic crowding by degrading soluble cell wall turnover products. eLife 11, e73178 (2022). Xiuping, F., Liang, W., Du, P., Yan, M., & Kan, B. (2014). Transcript changes in Vibrio cholerae in response to salt stress. Gut Pathogens, 6(1). https://doi.org/10.1186/s13099-014- 0047-8 |
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Partiendo de lo descrito anteriormente esta investigación se centra en la caracterización de mutantes por medio de la deleción y sobreexpresión del gen codificante a sanA bajo la deficiencia de LTGs en células bacterianas de la especie Vibrio cholerae. 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