Evaluación de micorrizas arbusculares nativas y macro fauna del suelo en el cultivo de café (coffea arábica l.) En ecotopos de Norte de Santander
Este proyecto pretende identificar la presencia de micorrizas arbusculares nativas y la macrofauna del suelo existente en el cultivo de café (Coffea arábica L.) en los seis diferentes ecotopos del departamento Norte de Santander, los ecotopos cafeteros son espacios vitales en los que reinan condicio...
- Autores:
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Figueroa Rodríguez, Edgar Alfonso
Obando Bedoya, Johanna Andrea
- Tipo de recurso:
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- Fecha de publicación:
- 2022
- Institución:
- Universidad Francisco de Paula Santander
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- Repositorio Digital UFPS
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- Acceso en línea:
- https://repositorio.ufps.edu.co/handle/ufps/6671
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Este proyecto pretende identificar la presencia de micorrizas arbusculares nativas y la macrofauna del suelo existente en el cultivo de café (Coffea arábica L.) en los seis diferentes ecotopos del departamento Norte de Santander, los ecotopos cafeteros son espacios vitales en los que reinan condiciones ambientales similares, para el cultivo de café. Para definir el límite de las agrupaciones se consideraron el clima, el suelo y el relieve de tal manera que condiciones similares predominantes por las tres variables conformaran un área agroecológica relativamente homogénea; en esta forma los ecotopos se constituyen en un universo muestral para la planificación regional. La investigación surge de la necesidad de conocer la presencia de micorrizas arbusculares nativas, la macrofauna del suelo y las propiedades químicas (pH, Materia Orgánica, N+3 – Total, P, K+1, S+2, Ca+2, Mg+2, Al+3, Na+1, CIC, B+3, Fe+3, Mn+2, Cu+2 y Zn+2), físicas (conductibilidad hidráulica, densidad aparente, densidad real, contenido de humedad en el suelo, textura por bouyoucos) y biológicas (presencia de micorrizas arbusculares, M, O., macrofauna en cuanto a la cuantificación de densidad de población, (individuos m-2), biomasa (gramos.m2), y la distribución vertical de las poblaciones por estratos, además de agrupar a los invertebrados en unidades taxonómicas (binomio), a nivel de clase, orden, familia y especie); así como también hongos entomopatógenos (HEP’s) asociados a la rizósfera de los suelos presente en los seis ecotopos presentes en la zona cafetera del departamento de Norte de Santander, para darle solución a la problemática fitosanitarios y de nutrición existente en los cultivos de café, además de buscar una alternativa viable de fertilización que permita no depender de insumos importados que en la actualidad tienen costos muy altos para las familias cafeteras. En Norte de Santander no se conoce las especies de micorrizas arbusculares, cepas de HEP’s y macrofauna nativas que pueden estar presente en suelos cafeteros. |
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La investigación surge de la necesidad de conocer la presencia de micorrizas arbusculares nativas, la macrofauna del suelo y las propiedades químicas (pH, Materia Orgánica, N+3 – Total, P, K+1, S+2, Ca+2, Mg+2, Al+3, Na+1, CIC, B+3, Fe+3, Mn+2, Cu+2 y Zn+2), físicas (conductibilidad hidráulica, densidad aparente, densidad real, contenido de humedad en el suelo, textura por bouyoucos) y biológicas (presencia de micorrizas arbusculares, M, O., macrofauna en cuanto a la cuantificación de densidad de población, (individuos m-2), biomasa (gramos.m2), y la distribución vertical de las poblaciones por estratos, además de agrupar a los invertebrados en unidades taxonómicas (binomio), a nivel de clase, orden, familia y especie); así como también hongos entomopatógenos (HEP’s) asociados a la rizósfera de los suelos presente en los seis ecotopos presentes en la zona cafetera del departamento de Norte de Santander, para darle solución a la problemática fitosanitarios y de nutrición existente en los cultivos de café, además de buscar una alternativa viable de fertilización que permita no depender de insumos importados que en la actualidad tienen costos muy altos para las familias cafeteras. En Norte de Santander no se conoce las especies de micorrizas arbusculares, cepas de HEP’s y macrofauna nativas que pueden estar presente en suelos cafeteros.Este estudio se llevará a cabo en el departamento de Norte de Santander (Coordenadas: 7°54′N 72°30′O) en sus áreas rurales, en las áreas de producción del cultivo de Café (Coffea arábica L). La selección de los puntos de muestreo se realizará teniendo en cuenta las zonas de mayor representatividad dentro de las parcelas, en ese sitio, se evaluarán las propiedades químicas, físicas y biológicas del suelo como micorrizas arbusculares nativas, hongos entomopatógenos y macrofauna del suelo. Solo se tendrán en cuenta lotes que estén bajo la asesoría del Comité de Cafeteros del Departamento Norte de Santander. Los Ecotopos cafeteros que representan el territorio del departamento Norte de Santander, son: Ecotopo 301A, Ecotopo 301B, Ecotopo 302A, Ecotopo 302B, Ecotopo 303B, Ecotopo 304B (Figura 2). Descripción de los tratamientos Se escogerán diez (10) puntos de muestreo en cada Ecotopo, donde se colectarán las muestras de la rizósfera del suelo y se evaluarán las propiedades químicas, físicas y biológicas del suelo (micorrizas arbusculares, hongos entomopatógenos y macrofauna del suelo), los cuales se distribuirán estratégicamente en los municipios cafeteros del departamento Norte de Santander. Para abordar el objetivo número uno del proyecto se plantea la siguiente metodología MICORRIZAS ARBUSCULARES – MA TÉCNICA PARA EL AISLAMIENTO DE ESPORAS DEL SUELO Técnica de tamizado en húmedo, ajustada por CIAT 1994. Se pesan 25 gr de suelo seco y homogenizado, los cuales se colocan en tubos plásticos de centrifugación de 50 ó 100 ml, rotulados, luego se vacía el suelo en el tamiz de 500 mm, que está colocado encima de otro de 38 mm. Se lava con agua a presión, se colecta el material del tamiz de 38 mm en un tubo de centrifugación, con la menor cantidad de agua posible, con la ayuda de un embudo y de un frasco lavador. Se agregan 25 ml de solución de azúcar a cada tubo. Se centrifuga por 3 minutos a 3.800 rpm. Debido a la centrifugación hay una sedimentación de las partículas pesadas en el fondo del tubo. Las esporas se encuentran formando una capa intermedia, se extrae está usando una jeringa que lleva adaptada una manguera (5 mm de diámetro interno) a la parte donde se coloca la aguja. Las esporas se esparcen sobre un tamiz 38 mm, se lavan con agua destilada y se vierten a una Caja de Petri con la menor cantidad de agua posible. Para el aislamiento de esporas a través del estereoscopio, se recomienda utilizar pinzas especiales para este propósito. Para la identificación de las esporas mediante el microscopio se montan las placas permanentes en PVL. El conteo de esporas se realiza una vez estas se hayan identificado. Se debe realizar en un disco Petri especialmente diseñado para este propósito. METODOLOGÍA PARA LA TINCIÓN DE RAÍCES Separar las raíces del suelo. Tomar una muestra representativa del sistema radical de la planta. Lavar bien las raíces con agua, para desprender toda partícula de suelo adherida, pesarlas y colocarlas en tubos de ensayo rotulados. Es recomendable hacer tres repeticiones. Aplicar KOH al 2.5 % hasta que todas las raíces queden inundadas; llevarlas al baño maría a 90ºC, durante 1 hora. Decantar el KOH, no lavar las raíces. Repetir el procedimiento anterior si es necesario (por mucho desprendimiento de fenoles y taninos), máximo dos veces más (dependiendo de la edad de la raíz). Aplicar HCL al 2.0 % por 1 hora a temperatura ambiente para que haya una buena saturación del KOH. Decantar el HCL, lavar las raíces con agua. Aplicar azul de tripano al 0.05 % y llevar al baño maría a 90ºC, durante 1 hora. Decantar el azul de tripano y vaciar las muestras en cajas de petri con lactoglicerol, para quitar el exceso de colorante. El azul de tripano se puede reutilizar 3 veces más 10. Cuando las raíces no son evaluadas en corto tiempo, se deben dejar en la nevera en cajas de petri con lactoglicerol. HONGOS ENTOMOPATÓGENOS – HPE’s Se determinará por cada lote establecido con el cultivo de cafeto de 7 a 10 puntos de muestreo, cada muestra estará compuesta por 7 submuestras obtenidas de la rizósfera de la planta, cada punto será intervenido con un barreno que se incorporará al suelo con15 cm de profundidad y 2 cm de diámetro. En la transición de cada punto de muestreo se desinfectará el barreno con alcohol al 95% y entre la toma de cada sub muestra se asperjará la cara interna del barreno con agua destilada. Las muestras obtenidas se depositarán en bolsas plásticas etiquetadas con información del sitio tal como coordenadas geográficas, fecha de colecta, nombre del colector. Las muestras del suelo serán protegidas de la radiación solar hasta su acopio en el laboratorio donde serán conservadas a 4ªC hasta su procesamiento (Almeida et al., 1997, Arenas, 2009; Villacís y García, 2021). Para el aislamiento de los HPE se utilizará tres tipos de procesamiento de suelo así; suelo sin tratar, suelo pre secado y dilución de suelo y cultivo en medio selectivo (Bueno et a, 2020); Las muestras de suelo pre secado serán sometidas a 35ºC durante una semana (Quesada,2007); para cada uno de estos dos tratamientos el suelo será dispuesto en contenedores o tarrinas plásticas (300g) y cebarán con el método del insecto trampa disponiendo cinco larvas del huésped (Zimmerman, 1986), cada muestra será tratada por duplicado e incubadas a 25ºC por una semana, durante ese tiempo las tarrinas serán invertidas cada día (Quesada-Moraga et al., 2007). El huésped que se evidencie con signos de micosis será desinfestado con un tratamiento de lavado con una solución de hipoclorito de sodio al 0.5% durante 2 minutos y tres enjuagues con agua destilada estéril y se llevará a cámara húmeda por 15 días (Arenas, 2009); las cajas Petri, se sellarán con vinipel y se incubarán a 25ºC en oscuridad por 15 días (Korosi, 2019). Para realizar la caracterización macroscópica de los hongos entomopatógenos se tendrá en cuenta los atributos macroscópicos de los hongos entomopatógenos purificados teniendo en cuenta el color de la colonia, forma de su borde y pigmentación generada en el medio por el micelio sobre el sustrato de cultivo SDA (Villacís 2021), en cuanto a las características fisiológicas de las cepas se tendrá en cuenta las características de tasa de crecimiento, producción de conidias y germinación de conidios de acuerdo a la metodología seguida por Vélez et al. (1997); Marín y Bustillo (2002); Parker (2003).Las cepas de hongos entomopatógenos obtenidos en este estudio serán conservado mediante la técnica de papel filtro estéril (Arenas, 2009) y se conservarán a temperatura -41ºC en el Laboratorio de Entomología de la Universidad Francisco de Paula Santander. MACROFAUNA DEL SUELO En los muestreos de suelos: propiedades físicas, químicas y biológicas del suelo. La selección de los puntos de muestreo se realizará teniendo en cuenta las zonas de mayor representatividad dentro de las parcelas, en ese sitio, se tomaran las muestras de suelo a la profundidad de 0 – 30 cm. Para el muestreo químico se tomarán las muestras de suelo en bolsas plásticas (aproximadamente un kilo de suelo) y trasladadas al laboratorio de suelos de la Universidad Francisco de Paula Santander donde se procederá a realizar su análisis. En la tabla 1. Se presenta la metodología para la determinación de las propiedades químicas de suelos. En cada uno de los puntos donde se tomaran las muestras descritas anteriormente (0 – 30 cm), Se tomaran muestras de suelo disturbado y sin disturbar, además de medidas directas con la ayuda equipos que se trasladaran a los puntos de muestreo para determinar las propiedades físicas del suelo. En la tabla 2. Se presentará la metodología para la determinación de las propiedades físicas de suelos. Para lel muestreo de las propiedades biologicas del suelo se realizara siguiendo la metodología del Tropical Soil Biology and Fertility Programe (TSBF) (Anderson & Ingram 1993), que se basa en la captura y recolección de organísmos del suelo, (visibles al ojo humano), para determinar presencia y densidad de población en un volumen de suelo conocido. La técnica consiste en hacer un “monolito”, con ayuda de un marco metálico de 25 cm. de largo por 25 cm. de ancho y 10 cm. de profundidad en los tres puntos asociados a las repeticiones (Figura 3). El protocolo, validado en el marco del proyecto ADEME Bioindicateurs de Francia, Ruiz et al., 2008 implica que luego de enterrar el marco, éste, se retira con todo el suelo contenido para luego empacarlo en costales previamente rotulados para su posterior separación de individuos. Después de recolectadas las muestras, se realizará una separación detallada de todos los invertebrados del suelo visibles a simple vista. Las lombrices se depositaran en recipientes con formol al 4% para su posterior identificación y clasificación, los demás insectos se depositaron en alcohol etilico al 70%. Cada uno de los frascos estaran rotulados con los datos del punto donde fueron colectados. La metodología TSBF (Anderson & Ingram 1993) se basa en la cuantificación de densidad de población, (individuos m-2), biomasa (gramos.m2) y la distribución vertical de las poblaciones por estratos, además de agrupar a los invertebrados en unidades taxonómicas (binomio), a nivel de clase, orden, familia y especie. Descripción de la unidad experimental La unidad experimental será cada una de las muestras de suelo (10 por Ecotopo (6), para un total de 60 muestras) y muestras de suelos donde se evaluarán las propiedades químicas (60 en total), físicas (60 en total) y biológicas: micorrizas arbusculares (60 en total), hongos entomopatógenos (60 en total) y macrofauna del suelo (60 en total), para un total de 300 muestras. Análisis estadístico de la información Los resultados obtenidos se les realizará análisis de componentes principales (PCA), asociado a análisis discriminante, y test de monte Carlo el cual permite describir los patrones globales observados entre los sistemas y verificar la significancia de las diferencias; el análisis de co – inercia permitirá analizar la covariación entre tablas de los diferentes datos. El análisis estadístico se realizará con la versión de software R 2.13.2 con la librería ade -4. Fuentes de financiación y apoyo científico El proyecto se llevará a cabo mediante un esfuerzo colaborativo entre la Universidad Francisco de Paula Santander y el Comité Departamental de Cafeteros Norte de Santander, además de acompañamiento y colaboración de la unidad técnica de esta misma institución, tanto en la fase de campo y laboratorio. Financiado por el Fondo de Investigaciones Universitarias (FINU) de la Universidad Francisco de Paula Santander.Uso y manejo de suelos degradados de Norte de Santanderapplication/pdfspaEvaluación de micorrizas arbusculares nativas y macro fauna del suelo en el cultivo de café (coffea arábica l.) En ecotopos de Norte de SantanderPropuesta de investigaciónhttp://purl.org/coar/resource_type/c_baafhttp://purl.org/coar/resource_type/c_8042Textinfo:eu-repo/semantics/workingPaperhttps://purl.org/redcol/resource_type/WPinfo:eu-repo/semantics/drafthttp://purl.org/coar/version/c_b1a7d7d4d402bcce2022-11-08/2023-11-08info:eu-repo/semantics/closedAccesshttp://purl.org/coar/access_right/c_14cbAlmeida, J.E.; M.S., Alves & R.M. 1997.Selection of Beauveria spp. Isolates for control of the termite Heterotermes lenius control of Heterotermes tenuis (Hagen, 1858). Journal of Applied Entomology 121(9-10); 539-543Amézquita, E. (1994). Las propiedades físicas y el manejo productivo de los suelos En: F. Silva (Ed.). Fertilidad de Suelos: Diagnóstico y Control. Sociedad Colombiana de la Ciencia del Suelo, Santafé de Bogotá,137-154.Amézquita, E. (1999). Propiedades físicas de los suelos de los Llanos Orientales y sus requerimientos de labranza. 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Retrieved October 31, 2016, from http://www.scielo.org.co/scielo.php?script=sci_arttext&pid=S0120-28122008000100005&lng=en&tlng=.Bueno-Pallero, F. Á., Blanco-Pérez, R., Vicente-Díez, I., Rodríguez Martín, JA, Dionísio, L., & Campos-Herrera, R. (2020). Patrones de Ocurrencia y Actividad de Hongos Entomopatógenos en el Algarve (Portugal) Utilizando Diferentes Métodos de Aislamiento. Insectos, 11 (6), 352. https://doi.org/10.3390/insects11060352Camacho-Tamayo, J. H., Luengas-Gómez, C., & Leiva, F. R. (2010). Análisis multivariado de propiedades químicas en Oxisoles con diferentes niveles de intervención agrícola. Acta Agronómica, 59(3), 273.Carrillo Jovel V. (2019). Caracterización de la estructura de la comunidad de Microorganismos en cuerpos de agua dulce del norte de la península de Yucatán.Cancún, Quintana Roo, México: Centro de Investigación Científica de Yucatán, A.C. (CICY).Decaëns, T. (2010). Macroecological patterns in soil communities. 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